J Korean Ophthalmol Soc > Volume 63(10); 2022 > Article
토끼 모델에서 인공 각막이식수술의 효능 및 생체 적합성에 대한 단기 임상 성적

국문초록

목적

토끼 모델에서 새로운 인공 각막의 효능 및 생체 적합성에 대하여 알아보고자 하였다.

대상과 방법

뉴질랜드 흰 토끼(New Zealand white rabbit) 20마리의 단안에 인공 각막이식수술을 시행하였다. 인공 각막은 직경 8.0 mm (중심 광학부 직경 5.0 mm, 양측 지지부 너비 1.5 mm), 두께 0.5 mm이며 PHEMA, PMMA 그리고 EGDMA로 구성되었다. 이식수술은 2단계로 이루어졌으며 수술 후 최대 12주까지 매주 경과 관찰하였다. 전안부 사진 촬영, 전안부 빛간섭단층촬영 및 조직학적 분석을 통하여 지지부의 생체적합성 및 조직 주위로의 세포 증식을 조사하였다.

결과

본 연구에 포함된 토끼 모델 중 4주와 8주에 조직학적 검사를 위해 각 2마리씩 희생하였으며, 4마리는 수술 도중의 기술적인 문제로 이식 실패하였다. 기술적으로 수술이 성공한 12마리의 12안 중, 6안(50.0%)에서 12주까지 구조적으로 안정적이었으며. 중심 광학부의 투명성이 유지되었다. 또한 조직학적 검사를 통해서 지지부에 세포 증식이 일어나 주위 조직에 결합되는 것을 알 수 있었다. 나머지 6안(50.0%)은 이식수술 후 경과 관찰 도중 인공 각막의 돌출이 발생하였다.

결론

본 연구는 인공 각막을 이식한 토끼 모델에서 각막신생혈관과 각막중심부 혼탁이 방지되며, 다공성 지지부의 생체 적합성과 주위 조직으로의 세포가 증식되면서 조직학적 안정성을 가지는 것을 발견했다. 하지만 성공률을 높이기 위한 추가적인 구조적 개선 및 술기의 발전이 필요할 것으로 생각되며, 장기간의 경과 관찰을 통하여 확인되어야 할 것으로 생각된다.

ABSTRACT

Purpose

To examine the efficacy and biocompatibility of a new artificial cornea using a rabbit model.

Methods

Artificial cornea were transplanted into 20 New Zealand white rabbits. The disc-shaped artificial cornea is of diameter 8.0 mm (the core, clear optical zone diameter is 5.0 mm and that of the peripheral skirt 1.5 mm); of thickness 0.5 mm; and is fabricated from PHEMA, PMMA, and PETTA. Transplantation proceeded in two stages; all rabbits were then observed weekly to 12 weeks. Anterior segment photographs were taken, and anterior segment optical coherence tomography and histological analysis performed, to confirm the biocompatibility of the skirt and the extents of cell proliferation in surrounding tissues.

Results

Two rabbits were sacrificed for histological examination in weeks 4 and 8 (one each). Four eyes failed because of surgical errors (artificial corneal decentration or excessively thin flaps). Of the 12 eyes for which surgery was technically successful, six (50.0%) maintained the optical zone structure and transparency to 12 weeks. Histology revealed that cells proliferated in the skirt and bound to surrounding tissues. Six eyes (50.0%) evidenced protrusions of the artificial cornea.

Conclusions

Transplantation of a new artificial cornea into rabbits met with some success (as confirmed anatomically and optically). However, corneal improvement and new surgical techniques are required to increase the success rate. Also, long-term follow-up is needed.

세계적으로 각막 질환으로 인한 실명 환자는 약 490만 명이며, 이는 전체 실명 환자의 12%에 해당한다[1]. 각막 이식 수술은 약물적 치료나 수술적 치료로 회복이 불가능한 각막을 다른 투명한 각막으로 대체하는 수술로 영구적인 각막혼탁의 유일한 치료 방법으로 시행되고 있다. 각막이식수술은 기증 각막을 이용한 동종각막이식이 일차적으로 적용되고 있지만, 기증 각막의 공급 부족으로 수많은 환자들이 각막이식수술을 진행하지 못하고 있는 실정이다. 현재 전 세계적으로 약 1,200만 명이 각막이식을 위해 대기하고 있으며, 이 중 약 70명당 한 명만이 각막을 이식받고 있으며, 기증 각막 또한 미국과 인도에서 기증된 것이 반 이상을 차지한다[2]. 또한 각막이식수술이 시행된다 하더라도 면역 매개 반흔결막염, 화학 화상이나 열 화상으로 인한 각막윤부 손상, 여러 차례의 이식 실패, 녹내장, 각막신생혈관과 같은 고위험 환자에서의 이식수술 실패율은 매우 증가하는 양상을 보인다[3,4]. 이러한 기증 각막의 부족 문제와 동종각막이식의 실패 문제를 해결하기 위해 면역거부반응이 없는 합성 폴리머 소재의 인공 각막의 필요성이 대두되었고, 다양한 인공 각막의 개발이 추진되었다. 지금까지 전층 이식용 각막으로 실제 상용화에 성공한 제품은 Boston Kpro® (Massachusetts Eye and Ear Infirmary, Boston, MA, USA)와 AlphaCor® (Argus Biomedical Pty Ltd, Perth, Australia) 두 가지이다. Boston Kpro® (Massachusetts Eye and Ear Infirmary)는 사람의 기증 각막을 기반으로 만들어진 제품으로 기증 각막이 필요하다는 구조적 한계를 지니고 있어 기증 각막이 부족한 국내 실정에 적합하지 않으며 AlphaCor® (Argus Biomedical Pty Ltd)는 수술 후 생체적합성 문제가 대두되어 사실상 생산 및 판매를 중단한 상태이다. 따라서 기존의 인공 각막을 대체할 새로운 소재의 안전성 및 유효성 확보가 필요하며 기증 각막이식이 불가능한 시각장애인에게 시력 회복의 기회를 제공하고자 C-clear (TE bios, Cheongju, Korea)가 개발되었다.
C-clear (TE bios)는 인공수정체에서 주로 사용하는 PHEMA (poly hydroxyethyl methacrylate), PMMA (poly methyl methacrylate), PETTA (pentaerythritol tetraacrylate)의 중합체로, 두께 500 µm, 외경 8 mm, 내경 5 mm로 사람의 각막과 유사한 곡률반경을 갖는 일체형 각막 구조이다. 중심부 광학부는 95% 이상의 빛 투과율과 함께 41-44디옵터 (diopter, D) 사이의 곡률반경을 가진다. 지지부는 일정한 곡률반경을 가지고 있는 환(ring) 형태이며, 다공성 구조로 구성되어 각막 주변 세포들의 이주와 부착 및 성장을 유도하여 인공 각막의 생체 점착을 돕도록 설계되어 있다(Fig. 1).
본 연구는 토끼 모델을 대상으로 C-clear (TE bios) 인공 각막을 이용한 각막이식수술을 시행함으로써 이의 생체적 합성과 구조적 안정성을 확인하고, 중심부 인공 각막의 투명성이 유지되는지 여부를 확인하고자 하였다.

대상과 방법

본 연구는 동물실험윤리위원회(Institutional Animal Care Use Committee) 승인(IACUC No: 2021-12-272)하에 진행되었으며, 모든 동물은 국내와 국제 동물 보호법에 근거하여 실험이 행해졌다.
본 연구에 사용된 실험 동물은 생후 3개월의 뉴질랜드 흰 토끼(New Zealand white rabbit) 20마리이며, 서울아산병원 아산생명과학연구원 동물실험실에서 진행되었다. 각 개체의 단안, 총 20안에 C-clear (TE bios) 인공 각막이식수술을 시행하였다. 인공 각막이식수술은 2단계를 거쳐 시행되었으며, 본 연구의 모든 수술은 1명의 술자(HT)에 의해 시행되었다. Tiletamine/zolazepam (Zoletin® 30 mg/kg, Virbac Lab., Carros, France)과 xylazine (Rompun® 10 mg/kg, Bayer, Berkley, MI, USA)을 3:2의 비율로 혼합한 주사액 1 mL를 근육 주사하여 마취를 시행한 후 30분 뒤 0.5 mL를 추가로 근육 주사하였다. 국소 점안 마취제(0.5% proparacaine, Paracaine® , Hanmi Pharmaceutical, Seoul, Korea)를 이식수술 전과 도중에 점안하였다. 각막 윤부로부터 약 1 mm 떨어진 지점의 각막에 다이아몬드 나이프(corneal diamond knife)를 이용하여 반원 형태의 각막 절개를 만들었다. 그 후, 크레센트 블레이드(crescent blade)를 이용하여 절개(incision) 부위로부터 중심부 방향으로 250 µm 두께로 충분히 박리하여 인공각막(C-clear)을 삽입할 층간 주머니(inter-lamellar pocket)를 만들었다. 박리가 완료된 각막 뒤층판(posterior lamella) 가운데에 3 mm 크기의 원형 절제기(Barron Radial Vacuum Trephine® , Katena Products Inc., Parsippany, NJ, USA)를 이용하여 원판(disc) 형태로 각막을 제거하였다. 원형 절제된 각막 뒤층판의 중심과 인공 각막의 광학부 중심이 최대한 일치하도록 위치시켜 이식하였다. 이후 박리된 앞층판(anterior lamella)으로 이식된 인공 각막(C-clear)을 덮은 후 절개 부위(incision site)를 10-0 나일론 봉합사를 사용하여 4-6회의 단속 봉합(interrupted suture)을 실시하였다(Fig. 2).
2주 후, 1단계 수술과 동일하게 마취를 시행한 후 동일한 3.0 mm 크기의 원형 절제기(trephine)를 이용하여 인공 각막의 광학부를 덮고 있는 앞층판(anterior lamella)을 제거하여 시축(visual axis)을 확보하였다(Fig. 3). 각 수술 후 결막 하 겐타마이신(Gentamicin injection® , Shinpoong Pharm, Ansan, Korea), 덱사메타손(Dexamethasone injection® , Cheil-bio Co., Yongin, Korea) 주사술을 시행하고 및 안연고(Forus® , Samil Pharm, Seoul, Korea)를 도포한 후 종료하였다.
인공 각막이식 후 1주마다 수술한 토끼 눈을 미세수술현미경을 이용하여 관찰하여, 감염 여부, 중심부 및 주변부 각막혼탁, 각막신생혈관, 인공 각막 돌출 및 위치를 평가하였으며 매번 관찰 시마다 전안부 사진 촬영을 시행하였고(Fig. 4), 1주마다 결막 하 겐마타이신, 덱사메타손 주사술을 시행하였다. 각막염, 안내염 등의 감염이 발생하거나, 인공 각막의 탈출 또는 방수의 누출이 발생한 경우 이식의 실패로 간주하였으며, 조직 염색을 위하여 토끼를 희생한 뒤 안구를 적출하였다. Hematoxylin and Eosin (H&E) 염색으로 인공 각막 지지부의 생체 적합성 및 조직 주위로의 세포 증식 여부를 조사하였다. 인공 각막이식 후 구조적 안정성과 광학부의 투명성이 유지된 경우를 이식 성공으로 간주하였으며, 지지부의 생착 진행 여부를 조사하기 위해 구조적으로 안정성이 유지되는 개체들을 대상으로 4주, 8주, 12주에 희생하여 조직 표본을 제작하였다. 전안부 빛간섭단층촬영(Casia 2® , Tomey, Nagoya, Japan)을 시행하여 인공 각막의 해부학적 구조를 관찰하였다.

결 과

본 연구에 포함된 토끼 모델 20마리 중 4주와 8주에 조직학적 검사를 위해 구조적으로 안정적인 개체 중 각 2마리씩을 희생하였으며, 나머지 16마리 중 4마리(25.0%)에서 기술적인 문제로 수술에 실패하였다. 기술적으로 수술이 성공한 12마리 중 인공 각막이식수술 후 12주까지의 이식 성공 개체는 6마리였고(50.0%), 실패한 경우 인공 각막의 돌출이 발생하였으며 이는 1차 수술 이후 평균 7.2주(범위 3-12주)에 발생하였다(Fig. 4, 5). 이식 성공한 개체를 희생하여 시행한 전안부 빛간섭단층촬영 검사에서 C-clear (TE bios) 인공 각막은 잘 부착되어 있었으며(Fig. 6A), 인공 각막 후막(retroprosthetic membrane)은 관찰되지 않았다(Fig. 6B). 조직학적 검사상 인공 각막의 지지부에 세포 증식이 원활이 일어나 단단하게 고정되어 있는 모습을 볼 수 있었다(Fig. 6C, D) 인공 각막이 구조적으로 잘 유지되는 개체들을 대상으로 4주, 8주, 12주에 조직학적 검사를 시행하였으며, 시간이 흐르면서 다공성 지지부에 주위 각막 조직으로부터의 세포들의 이주가 늘어나고, 이에 따라 인공 각막이 수여 각막에 단단히 결합되는 양상을 보였다(Fig. 7). 조직 염색 시 인공 각막 지지부에 섬유아세포(fibroblast)의 이주가 보였으나 주변 염증 세포 또한 관찰되어 섬유아세포를 확인하기 위하여 alpha smooth muscle actin (SMA) antibody staining을 시행하였으며 alpha-SMA 염색상 섬유아세포가 염색되는 것을 볼 수 있었다(Fig. 8).
앞서 언급한 대로, 4마리는 이식수술 술기의 기술적인 문제로 인하여 1차 수술 직후에 이식 실패로 분류되었으며, 이 중 3마리는 수술 시 인공 각막이 각막 중심부에 위치하지 못하여 시축이 확보되지 못하였으며, 1마리는 각막 절편이 너무 얇게 생성되어 앞층판이 찢어지면서 인공 각막의 돌출이 발생하였다(Fig. 9). 이식수술 후 각막염 혹은 안내염을 포함한 다른 합병증이 관찰된 사례는 없었다. 따라서, 성공적인 수술이 시행되고, 조직학적 검사를 위해 희생한 개체를 제외하게 되면 성공률은 50.0% (6/12)였다.

고 찰

각막이식수술은 장기 이식수술 중 가장 높은 성공률을 보이는 술기 중 하나이다. 하지만 전 세계적으로 각막 기증은 제한적이며, 특히 개발도상국의 경우엔 더욱 심각한 실정이다. 또한 이식편을 제작하고 저장, 보존하여 공급하는 시설의 경우도 몇몇 국가를 제외하고는 현실적으로 갖춰져 있지 않다[5]. 각막이식수술이 시행되었을 때, 이식편의 생존율은 수술 1년 후와 5년 후에서 87%와 73%의 높은 확률을 보이지만 15년 뒤에는 46%로 떨어지는 양상을 보였다. 저위험군에서는 각막이식편의 수명은 늘어나지만, 시력적인 호전은 난시와 합병증의 발생으로 제한적이다[6]. 또한 평생동안 이식거부반응이나 이식 실패의 위험성이 존재한다. 각막이식수술 술기의 발전이나 면역억제제의 사용에도 불구하고 자가면역 질환, 화학 손상, 헤르페스 감염에서 이식편 생존율은 호전되지 않았다[7]. 또한 생체 조직 이식술은 혈액 매개 감염이나 Creutzfeldt-Jakob disease, 결핵, C형간염 등의 전염 위험성도 있다[8,9].
인공 각막은 면역거부반응을 일으키지 않으므로 기증 각막을 이용한 각막이식이 가능하지 않거나 성공률이 매우 낮을 것으로 예상되는 환자에서 치료의 대안으로 고려될 수 있다[4,10]. 하지만 이전에 사용되었던 Boston Kpro® (Massachusetts Eye and Ear Infirmary)의 경우 진행성 녹내장, 안내염, 망막박리와 같은 합병증이 나타났으며 또한 기증자의 각막 조직이 필요하다는 한계점이 있다[11,12]. 사람에게 이식한 초창기 Boston Kpro® (Massachusetts Eye and Ear Infirmary) 모델은 83%의 환자에서 인공 각막과 부착된 기증 각막에 궤양이 발생하여 각막 융해 및 인공 각막돌출이 발생하였으며[13] 이는 기증 각막으로의 방수 확산이막혀 각막의 영양 공급이 차단되어 발생한 것이었다[14]. 90년대 Boston Kpro® (Massachusetts Eye and Ear Infirmary) 동 플레이트에 구멍을 내어 방수가 각막에 접근할 수 있게 된 이후 각막 융해는 약 10%까지 줄어들었다[14]. C-clear (TE bios) 인공 각막은 인공 각막이 부착된 각막 실질에 방수의 흐름이 차단되지 않는 구조로, 방수 차단으로 인한 각막 궤양 및 융해 가능성은 낮을 것을 기대할 수 있다. AlphaCor® (Argus Biomedical Pty Ltd)의 경우, 초창기 모델은 유연한 연성 지지부를 가지고 있어 토끼 모델에서 인공각막 이식 후 결막 플랩을 만들어 덮어주었으며 56일 관찰 기간 동안 50%의 성공률을 보였다[15]. 다음 모델은 지지부의 기계적강도를 올리고 지지부에 봉합 및 결막 플랩을 만든 결과 80%까지 성공을 보였으나[16], 백내장, 광학부의 침착, 망막박리 등의 합병증이 있었다[17-19]. AlphaCor® (Argus Biomedical Pty Ltd)는 주성분이 PHEMA로 이루어진 단순 다공성 구조인 반면 C-clear (TE bios)는 PHEMA/PMMA의 중합체로 다공성 구조를 재현하여 기계적 강도를 높여 더 나은 구조적 안정성을 기대할 수 있겠다. Osteo-odonto-keratoprosthesis 인공 각막은 10년 경과 관찰 시 67%의 해부학적 생존율을 보여 장기 생존율에 강점을 보이나[20], 환자의 치아를 사용해야 하는 단점이 있다[21]. 또한 국내에서 개발된 서울형 인공 각막(Seoul-type keratoprosthesis)은 평균 62.8개월 동안 66.7%의 해부학적 성공률로 우수한 구조적 안정성을 보여주었다[22].
본 연구에 사용된 C-clear (TE bios) 인공 각막은 안압을 버티고 형태와 기능을 유지할 수 있도록 지지부의 강도와 인장력을 강화했고, AlphaCor® (Argus Biomedical Pty Ltd) 에 비하여 복합 다공성 구조를 재현하여 지지부가 생체 내에서 염증 유발 없이 주변 세포나 조직과 잘 융합될 수 있게 보완하여 제작되었다. 이전의 연구에서도 다공성 구조의 지지부가 생체 조직과 생물학적 결합을 향상시켜 이식편의 돌출을 방지한다는 것이 알려졌다[23]. 또한 기증 각막이나 다른 추가 조직이 필요하지 않다는 점과 서울형 인공 각막에 비하여 결막 및 공막 부위 결합 부위를 최소화하여 신생혈관 및 염증 반응을 줄일 수 있을 것이라 기대된다.
본 연구 결과 이식수술 후 4주, 8주, 12주에 시간이 흐르면서 세포 이주가 늘어나고, 인공 각막이 단단히 결합되는 것을 관찰할 수 있었다. 수술이 성공적으로 이루어졌으며 12주까지 인공 각막이 구조적인 안정적인 경우에는 안구의 모든 조직이 정상적인 상태인 것으로 보아 매우 고무적인 결과로 생각된다. 다만, 성공적으로 경과 관찰한 6안에서도 12주 경과 관찰 시 주변부 신생혈관이 자라는 것을 관찰할 수 있어 추가적인 점안약 치료나 결막 하 주사가 필요할 것으로 생각된다.
또한, 인공 각막이식수술의 성공은 수술자의 숙련도에 따라 영향을 미칠 것이라 생각된다. 본 연구의 경우 총 20안중 4안은 이식수술 초반에 시행한 경우로, 수술 숙련도가 낮아 이식한 인공 각막이 중심부에 위치하지 않거나, 플랩이 얇아 해부학적 안정성이 떨어지는 경우가 발생하였다. 이후 수술 숙련도가 높아지며 수술의 완성도가 높아졌으나 성공적으로 수술을 마치고 경과 관찰을 시행한 12안 중 6안 (50.0%)에서 이식편 돌출이 발생하였다. 이식한 인공 각막은 이식 초기에는 안정적으로 유지되었으나, 평균 7.2주에서 인공 각막 돌출이 발생하였다. 인공 각막의 구조 유지를 위해 인공 각막 지지부에 섬유아세포 등의 증식 과정이 필요한데, 이 과정이 충분하게 이루어지지 않았거나, 각막 플랩이 얇게 된 경우, 안압에 의해 뒤쪽에서 미는 압력을 버티지 못한 것으로 생각할 수 있다. 또한, 통제되지 않는 토끼의 안구 외상에 의해 발생했을 가능성도 배제할 수 없다. 이러한 결과는 인간 각막을 토대로 디자인된 인공각막(두께 0.5 mm, 직경 8 mm, 각막 곡률 41-44 D)이 토끼 모델에 이식되면서 발생하는 구조적인 한계가 있을 것이라고 예상된다. 토끼의 안구는 안과적 연구를 하는 데 있어서 가장 널리 사용되고 있으며, 이는 유순하고 다르기 쉬운 특성에 더하여, 안구의 크기와 구조가 인간과 유사하며 현미경을 통하여 관찰 혹은 수술을 시행할 때 안 내 구조의 가시성이 좋은 것에 기인한다[24,25]. 본 연구에서도 뉴질랜드 흰 토끼를 이용하여 인공 각막의 이식을 시행하여 인간 생체 적합성에 유사한 환경을 만들고자 하였으나 해부학적인 부분이나 술기적인 측면에서 분명한 차이를 느낄 수 있었다. 현재 추가적인 영장류 실험이 계획 중에 있으며 이를 통하여 조금 더 명확히 증명될 것으로 보인다. 또한 이식수술을 시행한 토끼 모델의 각막은 질환이 없는 정상 각막이었으며, 이는 인공 각막이 일차적으로 사용될 대상이 기존의 기증 각막 이식에 제한이 있는 중등도 이상의 각막 이상자임을 고려하였을 때, 직접적으로 결과를 유추하기는 힘들다는 제한점이 있다. 따라서 인위적인 화학 화상을 통하여 각막 반흔 토끼 모델을 제작하여 추가적인 실험을 시행할 예정이다.
이식 수술의 성공률을 높이기 위해 현재 인공 각막 지지부의 다공성 구조에 섬유아세포의 이주 및 성장이 더 잘 이루어질 수 있는 소재를 계속 개발 중이며, 이식 수술의 성공률을 높이기 위해선 일정한 두께의 각막 플랩을 만드는 것이 중요하기 때문에 정확한 플랩 두께를 만들기 위한 술자의 숙련도 향상을 위한 연습이 필요하며 추후 펨토초 레이저를 이용해 더욱 정교한 플랩을 만드는 방안도 연구 중에 있다. 결론적으로, 인공 각막을 이식한 토끼 모델에서 각막신생혈관과 각막중심부 혼탁이 방지되며, 다공성 지지부의 생체 적합성과 주위 조직으로의 세포가 증식되면서 조직학적 안정성을 가지는 것을 발견했다.

Acknowledgments

This research was granted by the Ministry of Trade, Industry & Energy of Korea (No. 10052048).

NOTES

Conflicts of Interest

The authors have no conflicts to disclose.

Figure 1.
Structure of the C-clear artificial cornea. (A) Diagram of size of C-clear artificial cornea and gross photograph. (B) Scanning electron microscope showing skirt is designed to adhesion and proliferation of surrounding cells with a bead-form porous structure. SEM = scanning electron microscope.
jkos-2022-63-10-823f1.jpg
Figure 2.
The procedure of the first-step surgery of the C-clear artificial cornea. (A) A semicircular corneal incision is performed at 1 mm anterior to corneal limbus. (B) Lamellar keratectomy is performed. (C) An intra-lamellar pocket for artificial cornea is created. (D) Corneal trephination of 3 mm diameter is performed at the posterior lamella. (E) The C-clear artificial cornea (arrow) is inserted into the stromal pocket. (F) A semicircular corneal incision is closed with 10-0 monofilament nylon and the surgery is finished.
jkos-2022-63-10-823f2.jpg
Figure 3.
The procedure of the second-step surgery of the C-clear artificial cornea. (A) Surgical microscopic photograph of 2 weeks after first-step surgery. (B) Corneal trephination of 3 mm diameter is performed at the anterior lamella. (C) Dissection of the anterior lamellar disc using scissors. (D) The status at the end of the surgery. The procedure of the second-step surgery of the C-clear artificial cornea.
jkos-2022-63-10-823f3.jpg
Figure 4.
Surgical microscopic photographs of four subjects of weekly follow-up until 12 weeks. Two weeks after the first surgery, 3 mm-sized disc-shape trephination of the anterior lamella was done. The transparency of the artificial cornea was maintained until 12 weeks after surgery, and peripheral neovascularization was observed. It was confirmed that the opacity of the periphery of the artificial cornea also improved over time.
jkos-2022-63-10-823f4.jpg
Figure 5.
Surgical microscopic photographs of four subjects of failed transplantation. The artificial cornea protruded in average 7.2 weeks after implantation (range 3-12 weeks).
jkos-2022-63-10-823f5.jpg
Figure 6.
Examination findings of successful C-clear artificial cornea transplantation. (A) Surgical microscopic photograph at week 12. (B) Anterior segment optical coherence tomography image at week 12. It demonstrates that the artificial cornea was well attached to the surrounding tissue, and the anterior chamber was kept deep and clean. (C, D) Histologic photographs show cellular elements (star) within the peripheral skirt of the device (H&E stain; C: ×40; D: ×100).
jkos-2022-63-10-823f6.jpg
Figure 7.
Histologic examination photographs with C-clear artificial cornea transplantation at week 4 (A, B), week 8 (C, D), and week 12 (E, F). As time goes by, the migration of cells from the surrounding corneal tissue increases in the beads-form skirt, showing that the artificial cornea binds tightly to the recipient cornea (H&E stain; A, C, E: ×40; B, D, F: ×100).
jkos-2022-63-10-823f7.jpg
Figure 8.
Histologic examination photographs with C-clear artificial cornea transplantation at week 12 (A-F). Alpha smooth muscle actin (SMA) antibody staining shows fibroblast staining in the skirt of the artificial cornea (red circle, A, D). Fibroblast migrates and grows in the artificial cornea (Alpha SMA staining; A, D: ×40; B, E: ×100; C, F: ×200).
jkos-2022-63-10-823f8.jpg
Figure 9.
Surgical microscopic photographs of failed corneal transplantation by surgical error. (A) A case of surgical error of thin cornea flap. (B) A case of surgical error of decenteration of the artificial cornea .
jkos-2022-63-10-823f9.jpg

REFERENCES

1) Pascolini D, Mariotti SP. Global estimates of visual impairment: 2010. Br J Ophthalmol 2012;96:614-8.
crossref pmid
2) Gain P, Jullienne R, He Z, et al. Global survey of corneal transplantation and eye banking. JAMA Ophthalmol 2016;134:167-73.
crossref pmid
3) Coster DJ, Williams KA. The impact of corneal allograft rejection on the long-term outcome of corneal transplantation. Am J Ophthalmol 2005;140:1112-22.
crossref pmid
4) Ilhan-Sarac O, Akpek EK. Current concepts and techniques in keratoprosthesis. Curr Opin Ophthalmol 2005;16:246-50.
crossref pmid
5) Oliva MS, Schottman T, Gulati M. Turning the tide of corneal blindness. Indian J Ophthalmol 2012;60:423-7.
crossref pmid pmc
6) Williams KA, Esterman AJ, Bartlett C, et al. How effective is penetrating corneal transplantation? Factors influencing long-term outcome in multivariate analysis. Transplantation 2006;81:896-901.
crossref pmid
7) Coster DJ, Williams KA. Management of high-risk corneal grafts. Eye (Lond) 2003;17:996-1002.
crossref pmid pdf
8) Martheswaran T, Desautels JD, Moshirfar M, et al. A contemporary risk analysis of iatrogenic transmission of Creutzfeldt-Jakob Disease (CJD) via corneal transplantation in the United States. Ophthalmol Ther 2020;9:465-83.
crossref pmid pmc pdf
9) Schmack I, Ballikaya S, Erber B, et al. Validation of spiked postmortem blood samples from cornea donors on the abbott architect and m2000 systems for viral infections. Transfus Med Hemother 2020;47:236-42.
crossref pmid pmc pdf
10) Hicks C, Crawford G, Chirila T, et al. Development and clinical assessment of an artificial cornea. Prog Retin Eye Res 2000;19:149-70.
crossref pmid
11) Netland PA, Terada H, Dohlman CH. Glaucoma associated with keratoprosthesis. Ophthalmology 1998;105:751-7.
crossref pmid
12) Nouri M, Terada H, Alfonso EC, et al. Endophthalmitis after keratoprosthesis: incidence, bacterial causes, and risk factors. Arch Ophthalmol 2001;119:484-9.
crossref pmid
13) Dohlman CH, Schneider HA, Doane MG. Prosthokeratoplasty. Am J Ophthalmol 1974;77:694-700.
crossref pmid
14) Harissi-Dagher M, Khan BF, Schaumberg DA, Dohlman CH. Importance of nutrition to corneal grafts when used as a carrier of the Boston Keratoprosthesis. Cornea 2007;26:564-8.
crossref pmid
15) Hicks CR, Chirila TV, Dalton PD, et al. Keratoprosthesis: preliminary results of an artificial corneal button as a full-thickness implant in the rabbit model. Aust N Z J Ophthalmol 1996;24:297-303.
crossref pmid
16) Hicks CR, Chirila TV, Clayton AB, et al. Clinical results of implantation of the Chirila keratoprosthesis in rabbits. Br J Ophthalmol 1998;82:18-25.
crossref pmid pmc
17) Hicks CR, Chirila TV, Werner L, et al. Deposits in artificial corneas: risk factors and prevention. Clin Exp Ophthalmol 2004;32:185-91.
crossref pmid
18) Hicks CR, Hamilton S. Retroprosthetic membranes in AlphaCor patients: risk factors and prevention. Cornea 2005;24:692-8.
pmid
19) Hicks CR, Lou X, Platten S, et al. Keratoprosthesis results in animals: an update. Aust N Z J Ophthalmol 1997;25 Suppl 1:S50-2.
crossref pmid
20) Charoenrook V, Michael R, de la Paz MF, et al. Comparison of long-term results between osteo-odonto-keratoprosthesis and tibial bone keratoprosthesis. Ocul Surf 2018;16:259-64.
crossref pmid
21) Strampelli B. Osteo-odontokeratoprosthesis. Ann Ottalmol Clin Ocul 1963;89:1039-44.
pmid
22) Kim MK, Lee SM, Lee JL, et al. Long-term outcome in ocular intractable surface disease with Seoul-type keratoprosthesis. Cornea 2007;26:546-51.
crossref pmid
23) Khan B, Dudenhoefer EJ, Dohlman CH. Keratoprosthesis: an update. Curr Opin Ophthalmol 2001;12:282-7.
crossref pmid
24) Abdo M, Haddad S, Emam M. Development of the New Zealand white rabbit eye: I. Pre- and postnatal development of eye tunics. Anat Histol Embryol 2017;46:423-30.
crossref pmid pdf
25) Kethiri AR, Raju E, Bokara KK, et al. Inflammation, vascularization and goblet cell differences in LSCD: validating animal models of corneal alkali burns. Exp Eye Res 2019;185:107665.
crossref pmid

Biography

한정엽 / Jungyeob Han
울산대학교 의과대학 서울아산병원 안과학교실
Department of Ophthalmology, Seoul Asan Medical Center, University of Ulsan College of Medicine
jkos-2022-63-10-823i1.jpg


ABOUT
BROWSE ARTICLES
EDITORIAL POLICY
FOR CONTRIBUTORS
Editorial Office
SKY 1004 Building #701
50-1 Jungnim-ro, Jung-gu, Seoul 04508, Korea
Tel: +82-2-583-6520    Fax: +82-2-583-6521    E-mail: kos08@ophthalmology.org                

Copyright © 2024 by Korean Ophthalmological Society.

Developed in M2PI

Close layer
prev next